早期胚胎的细胞具有适应和调节其命运以应对外界环境变化的能力。这种特征被称为可塑性，使细胞能够改变其分化轨迹，这是调节发育的标志。在小鼠中，二细胞阶段（2-cell-stage）的卵裂球能够从单个细胞产生一个完整的生物体【1,2】，此后，随着发育的推进，每个卵裂球的潜力逐渐受到限制【3-7】。

谱系特异性开始于桑葚胚压实后，形成环绕内细胞团(inner cell mass，简称ICM) 的胚外滋养外胚层 (trophectoderm，简称TE)。胚泡的形成伴随着FGF/ERK介导的ICM细胞向外胚层 (epiblast，简称Epi) 分化，外胚层产生胚胎本身，或者是胚外原始内胚层 (primitive endoderm，简称PrE，也称为下胚层)，随后形成顶胚层(parietal endoderm，简称PE) 和内脏内胚层 (visceral endoderm，简称VE)。通过实验手段，PrE保持比Epi更长的可塑性窗口，并且在正常发育期间，可以观察到PrE-to-Epi细胞的命运转换，但从未观察到相反的情况。到囊胚后期，这种可塑性丧失，随后发生谱系定型。但是，PrE在细胞可塑性中的具体功能仍旧不清楚。

近日，来自丹麦University of Copenhagen的Joshua M. Brickman研究组在Cell上发表了文章The primitive endoderm supports lineage plasticity to enable regulative development，发现PrE虽然通常被认为是一个简单的支持组织，但它具有再生完整囊胚以及移植后发育的能力。

Oct4/Pou5f1是一种pou同源结构域转录因子 (transcription factor，简称TF)，在体内和胚胎干细胞 (embryonic stem cells，简称ESCs) 中具备多能性，以及在TF介导的体细胞重编程到诱导多能干细胞 (induced pluripotent stem cells，简称iPSCs) 中发挥作用。OCT4最初在整个胚胎中表达，然后保留在早期Epi和PrE细胞中。体外诱导PrE同样也需要OCT4，其中OCT4与SOX17（而不是SOX2）协同促进内胚层基因的表达。在PrE分化期间，OCT4被限制在Epi，与囊胚成熟过程中可塑性的丧失相一致。

原始态ESCs是异质细胞系，且囊括了源于它们的ICM群体。这些细胞可以在多种条件下培养，包括含有血清的培养基中补充细胞因子LIF（leukemia inhibitory factor），以及含有LIF和GSK3和MEK抑制剂 (2iLIF)，这说明早期Epi基态，同时还包含一群比例较少的ICM样细胞群。滋养干细胞 (Trophoblast stem cells，简称TSCs) 包括晚期TE、早期胚胎外胚层，以及类似于移植后PE的胚胎外内胚层(extra-embryonic endoderm，简称XEN) 细胞。作者之前描述了胚泡期PrE干细胞来源于初始ESCs，可以在LIF、Wnt和转化生长因子(TGF)-b信号的支持下扩增为原处胚外内胚层 (naive extra-embryonic endoderm，简称nEnd)。

作者发现单独的PrE足以再生一个完整的囊胚并继续植入后的发育。作者在体外鉴定了一个与早期PrE相似的细胞群体，在体内表现出相同的胚胎和胚胎外效力，并可以形成完整的基于干细胞的胚胎模型，称为囊胚。PrE定型被JAK/STAT信号抑制，并且接受OCT4和一组多能性相关转录因子的持续表达所调控，这些转录因子支持了一套允许多谱系分化的增强子。

虽然作者发现PrE在体内能够再生完整的胚胎，而nEnd在体外可以产生囊胚，但作者还没有证明，在缺乏大量小分子和生长因子的囊胚介质中，它们是否具有进一步发育和/或保持潜力。进一步的谱系追踪也需要明确证明PrE对胚胎发育后期和成年再生的贡献。在囊胚和TSC培养基中，nEnd分化为表达CDX2的TE样细胞，但当注入宿主胚胎时，整合在TE内的nEnd从不表达CDX2。这是因为它们从未成为真正的TE还是因为这些细胞需要时间来适应TE程序仍不清楚。

另外，作者只在一个物种中确定了PrE的可塑性，并确定了关键的TF Oct4，其持久性至关重要。需要多少TF，以及它们的阈值浓度是什么，这些问题仍然没有答案。

综上所述，作者的工作确定，转录因子是调控发育可塑性的基础，并强调了PrE在发育中的重要性，也就是PrE具有再生完整囊胚以及移植后发育的能力。

模式图(Credit: Cell)

参考文献

1 Nicholas, J.S., and Hall, B.V. (1942). Experiments on developing rats. II. The development of isolated blastomeres and fused eggs. J. Exp. Zool. 90, 441–459. https://doi.org/10.1002/jez.1400900307.

2 Tarkowski, A.K. (1959). Experiments on the Development of Isolated Blastomers of Mouse Eggs. Nature 184, 1286–1287. https://doi.org/10. 1038/1841286a0.

3 Handyside, A.H. (1978). Time of commitment of inside cells isolated from preimplantation mouse embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 45, 37–53. https://doi.org/10.1242/dev.45.1.37.

4 Rossant, J., and Lis, W.T. (1979). Potential of isolated mouse inner cell masses to form trophectoderm derivatives in vivo. Dev. Biol. 70, 255–261. https://doi.org/10.1016/0012-1606(79)90022-8.

5 Rossant, J., and Vijh, K.M. (1980). Ability of outside cells from preimplan- tation mouse embryos to form inner cell mass derivatives. Dev. Biol. 76, 475–482. https://doi.org/10.1016/0012-1606(80)90395-4.

6 Tarkowski, A.K., and Wro ́blewska, J. (1967). Development of blasto- meres of mouse eggs isolated at the 4- and 8-cell stage. J. Embryol. Exp. Morphol. 18, 155–180. https://doi.org/10.1242/dev.18.1.155.

7 Ziomek, C.A., Johnson, M.H., and Handyside, A.H. (1982). The develop- mental potential of mouse 16-cell blastomeres. J. Exp. Zool. 221, 345–355. https://doi.org/10.1002/jez.1402210310.

https://doi.org/10.1016/j.cell.2024.05.051

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文章来源|“BioArt”

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